SEP
SNEST
DGEST
INSTITUTO
TECNOLOGICO DE CIUDAD ALTAMIRANO
MATERIA:
BIOTECNOLOGIA APLICADA
PRACTICA
No.4
SUBCULTIVO.
(SIEMBRA DE MATERIAL YA ESTABLECIDO IN - VITRO)
PROFESOR: FRANCISCO JAVIER PUCHE ACOSTA
LIC.
BIOLOGIA VIII SEMESTRE
PRESENTAN:
Ma.
Yesenia Balandrano Alonso (08930258)
Diana
Vely García Banderas (08930286)
Anel
Mojica Macedo (08930287)
Mayra
Alejandra Nambo Pérez (08930349)
Berenice
Rubí Pérez Sánchez (08930354)
Cd.
Altamirano, Gro. México. 23 de marzo del
2012.
SUBCULTIVO. (SIEMBRA DE
MATERIAL YA ESTABLECIDO IN - VITRO)
RESUMEN
La presente práctica se realizó en el laboratorio
de microbiología del Instituto Tecnológico de Cd. Altamirano, Gro. Cuyo objetivo
fue conocer el manejo apropiado del material vegetal en cámara de flujo, así
como la asimilación de habilidades en la siembra. Para lo cual se utilizó papel
higiénico, pinzas, bisturíes, cajas de Petri estériles, tapabocas, mechero,
alcohol al 70% y 100% y agua destilada. Se preparó la cámara de flujo laminar
desinfectando con alcohol en su interior, posteriormente el material vegetal y
los medios preparados se transfirieron en la cámara, después se esterilizó el material vegetal con alcohol y agua y
posteriormente se sacó en una caja de Petri donde se dividió en partes
pequeñas, posteriormente se sembró el material vegetal en cada uno de los
frascos de medios de cultivo sellándolos completamente cada uno, una vez que se
sellaron fueron guardados en un anaquel para su optimo crecimiento.
Palabras clave: material vegetal,
cámara de flujo laminar, medios de cultivo, siembra.
SUBCULTURE (PLANTING MATERIALANDESTABLISHEDIN -VITRO)
SUMMARY
Thispracticewas conducted
in themicrobiology laboratory of theTechnological Institute of CiudadAltamirano, Guerrero. Aims to better understandthe proper handlingofplant materialflow
chamberand theassimilationof skillsin planting.Whichwas usedfortoilet paper,
forceps, scalpels, sterilePetri dishes, masks, cigarette, alcohol 70% and
100% and distilled water.Was prepared inthelaminarflow
chamberdisinfectedwith alcoholin its interior,andsubsequentlythe plant
materialprepared mediawere transferredinto the chamber,afterthe plant
materialwas sterilizedwith alcohol andwater and thenpulledinaPetri dishwhichwas
dividedinto small parts, thenthe plant materialwas
plantedineachculture mediabottlescompletelysealing themeachoncesealedwere
kepton a shelfforoptimalgrowth.
Keywords: Plant material, laminar flow chamber, culture media, plant.
ÍNDICE
Pág.
I.Antecedentes………………………………………………………………………….…5
II.Definición del
problema……………………………..…………………………...….…7
III.Objetivos……………………………………………………………………………..….8
IV.Justificación………………………………………………………….…………….......9
V.Fundamento teórico……………………………………….……………..……………10
VI.Materiales
y Métodos…………………………………………………………......….15
VII.Resultados y discusión…..………..…………………………………………….....22
VIII.Conclusiones
y Recomendaciones………..……………………………………..25
IX.Fuentes
consultadas……………….……………………..……………………....…26
X.Anexos………………………………...……………………………………………….27
I.ANTECEDENTES
El cultivo de tejidos
vegetales o cultivo in vitro de tejidos vegetales, es una técnica de
reproducción en condiciones totalmente asépticas, en la que a partir de un
pequeño segmento inicial de tejido es posible regenerar en poco tiempo miles o
millones de plantas genéticamente iguales a la planta madre, cuando a este
tejido le es aplicado un estímulo por medio de variables físicas y químicas
controladas en un medio de cultivo. A
diferencia de las técnicas tradicionales de cultivo, esta poderosa herramienta
permite la propagación de grandes volúmenes de plantas en menor tiempo; así
como el manejo de las mismas en espacios reducidos. Por otro lado, la técnica
es de gran utilidad en la obtención de plantas libres de patógenos; plantas
homocigotas, en la producción de plantas en peligro de extinción, en estudios
de ingeniería genética, etc. El enorme potencial que posee esta metodología ha
propiciado que en los últimos 25 años se haya incrementado el número de
laboratorios de cultivo de tejidos en el país para la producción comercial de
plantas ornamentales y frutales al lo que ha motivado que algunos floricultores
la estén utilizando como una alternativa viable en sus programas de producción (Kite, L.,
1983)
La década de los 70 puede
considerarse la “década prodigiosa” del cultivo in vitro en España. De esta
época saldrán los líderes que serán los responsables de los grupos más
consolidados del cultivo in vitro. Líderes que, de alguna forma y porque la
historia así lo quiso, completan su formación en las dos escuelas del cultivo
in vitro de entonces. De una parte, destaca el Dr. White en USA que, en 1934
publica el cultivo indefinido de la raíz de tomate; por otra, merece mención
especial Gautheret, en Francia que, en 1939 publica por vez primera el cultivo
indefinido de callos de zanahoria. Las dos “escuelas” utilizan el cultivo in
vitro como herramienta de trabajo pero mientras los americanos tratan de
utilizarla como una metodología para resolver problemas reales que les
preocupan, la “escuela” europea trata de utilizar el cultivo in vitro como una
herramienta que le permita conocer aspectos fundamentales de la
histodiferenciación celular. En aquella época las diferencias eran tan notables
que mientras los europeos cerraban sus tubos de cultivo con algodón y “papel de
estaño” (que era como se le llamaba entonces al actual albal) los americanos
lucían en sus gradillas el colorido multicolor de los famosos Kap-uts de Bellco
(Antonio Ballester, 1999).
En octubre de 1994, se inició la operación de un
laboratorio de cultivo de tejidos vegetales in vitro, en el Colegio
Profesional de Biólogos del Estado de Veracruz A.C. con la finalidad de
desarrollar técnicas para la propagación de especies vegetales de interés ecológico
y económico. En enero de 1995, se iniciaron las labores de siembra de tejidos
en especies ornamentales de interés económico en la región. A la par de estas
actividades, se ha hecho promoción del proyecto en los medios de comunicación
locales con el fin de dar a conocer al público las ventajas de utilizar la
técnica mencionada para la propagación de plantas ornamentarles difíciles de
obtener por los métodos tradicionales., (Davies R.D. et al, 1980)
La totipotencialidad celular fue enunciada como teoría por Gottlieb Haberlandt en 1902, quien propuso que todas las células
vegetales tienen la capacidad de regenerar plantas completas.[] Haberlandt no llegó a demostrar su
hipótesis debido a que no pudo lograr la división celular ya que los medios de
cultivo que empleaba no incluían reguladores del crecimiento debido a que esos
compuestos eran desconocidos en ese momento. []
Recién en 1934, Philip White pudo mantener, en forma ilimitada, el crecimiento de raíces en medios
líquidos a partir de ápices del tallo de tomate.[]
Al mismo tiempo se identificó el ácido indol acético (AIA), que posibilitó el mantenimiento indefinido
de callos de zanahoria y tabaco in vitro. Posteriormente se descubrió el efecto de
la leche de
coco como
estimulante de la formación de callo sobre el cultivo de embriones de Datura
stramonium. En 1948 Folke Skoog y Cheng Tsui, trabajando con cultivos de callo de tabaco, demostraron la existencia de
una regulación química en la parte aérea y en la raíz. Trabajos posteriores en
callos de la misma especie, con el agregado de cinética, la primera citocinina
descubierta, permitieron demostrar que la diferenciación de brotes, raíces o de
ambos, estaba regulada por el balance de auxinas y citocininas (Mroginski, Sansberro y Flaschland,
2010)
II. DEFINICION DEL PROBLEMA
En esta presente practica se realizo la siembra de
los explantes de yuca de manera
adecuada para que no se contaminen con bacterias y hongos y se puedan
desarrollar las plántulas de manera libre y logre crecer para extraerlo y
cultivarlo nuevamente a un medio de cultivo in vitro. Cabe mencionar que se
requiere mucho cuidado al realizar la siembra de los explantes ya que si no se
realiza una buena siembra el cultivo se contaminara esto debido a que es
posible que el explante traiga una cepa de hongo o bacteria o que el cloro
utilizado no fue muy eficiente.
III. OBJETIVOS
OBJETIVO GENERAL
v Conocer la forma de
establecer un medio de cultivo y la
forma de sembrar los explantes en el medio de cultivo.
OBJETIVOS ESPECIFICOS
v Conocer el manejo apropiado del material vegetal en
cámara de flujo Yuca: Manihot esculenta).
v Asimilación de habilidades en la siembra.
IV. JUSTIFICACION
Esta práctica se realizo con la finalidad de
saber cómo sembrar un explante ya que debido a esto se realizara en un medio de
cultivo en el cual será sembrado un explante de yuca (Manihot esculenta) con la finalidad de que logre crecer libre
de enfermedades. La siembra se realizo en la campana laminar la cual se preparo
y fue desinfectada con alcohol al 70° para estar libre de contaminantes y se
desarrollen los expalntes.
V. FUNDAMENTO
TEORICO
5.1 CULTIVO DE TEJIDOS VEGETALES
el cultivo de tejidos vegetales se define
como un conjunto muy heterogéneo de técnicas que presentan en común el hecho de
que un explante o
sea, una parte separada del vegetal, tales como protoplastos, células, tejidos u organos, se
cultiva asépticamente en un medio artificial de composición química
definida y se incuba en condiciones ambientales controladas. Estas técnicas
pueden ser utilizadas en vegetales como herramientas para micropropagación,
propagación rápida de clones, eliminación de virus y enfermedades, producción de haploides, aislamiento y utilización de
protoplastos, cultivo de embriones, producción de fitoquimicos, ingenieria genetica, mutación y selección celular,
producción de semillas sinteticas y
estudios básicos de anatomía, desarrollo, fisiología y nutrición vegetal.
(Flaschland, 2010).
El cultivo de tejidos se
inicia con la disección microscópica de la planta bajo condiciones
estrictamente higiénicas con el propósito de transferir un tejido que crece
activamente (los tejidos meristemáticos) con seguridad y limpieza dentro de un
recipiente estéril sin introducir microorganismos contaminantes. Las células y
tejidos que crecerán y se desarrollarán a partir del explante original depende
de los objetivos del cultivo de tejidos. En algunos casos las células
conformarán una masa aparentemente desorganizada, conocida como callos, en
otros estarán presentes otras estructuras reconocibles como tallos,raices, bulbos u otros órganos. Estos
tejidos cultivados in vitro se hallan dentro de un microcosmos estéril
de un recipiente de vidrio o de plástico, protegidos del medio exterior no
estéril. Es esencial mantener la esterilidad del medio ambiente confinado en el
recipiente, debido a que cualquier microorganismo que se gane la entrada al
mismo crecerá oportunísticamente a una velocidad mucho más rápida que los
tejidos vegetales y eventualmente colonizarán y matarán a los tejidos. Con el
propósito de sostener el vigor de los tejidos vegetales y permitir que ellos
crezcan, se multipliquen y desarrollen, esto es «cultivar los tejidos», deben
proveerse además ciertos requerimientos externos. Los tejidos pueden necesitar
que se los apoye o sean colocados sobre o en el interior de la superficie de un
gel acuoso solidificado con agar o pueden colocarse en un medio líquido. Los tejidos también necesitarán de
un suministro de los elementos minerales nutritivos que son esenciales para el
crecimiento vegetal, también posiblemente algunas vitaminas, azúcares como fuente de energía y una mezcla de hormonas vegetalesque
se conoce que controlan el crecimiento y desarrollo de estos tejidos
particulares. Para el correcto crecimiento y desarrollo del tejido en cultivo
en general es necesario el suministro de luz a intensidades muy bajas, mucho
menores que la de la luz solar. La acumulación en las plantas de la energía de
los carbohidratos provendrá de los azúcares agregados al medio de cultivo, más
que de la fotosintesis, de manera que son
innecesarios altos niveles de luz. (Neumann, K.H. 1997).
5.2 BASE BIOLÓGICA
La reproducción asexual de plantas por cultivo de tejidos es posible gracias a que, en general,
las células de una planta poseen la capacidad necesaria para permitir el
crecimiento y el desarrollo de un nuevo individuo, sin que medie ningún tipo de
fusión de células sexuales o gametos. Esta capacidad se denomina totipotencia celular y es característica de un grupo de células vegetales conocidas como células meristematicas, presentes en distintos
órganos de la planta. La potencialidad de una célula diferenciada (una célula
de conducción, epidérmica) para generar tejidos nuevos y eventualmente un
organismo completo, disminuye con el grado de diferenciación alcanzado por esa
célula, pero puede revertirse parcial o completamente según las condiciones de
cultivo a las que se la someta. El éxito en la propagación de una planta
depende de que se logre la expresión de la potencialidad celular, es decir, de
que algunas células recuperen su condición meristemática. Para ello debe inducirse
primero la desdiferenciación y luego la rediferenciación celular. En
condiciones naturales, un proceso de este carácter sucede durante la formación
de las raíces adventicias en el enraizamiento de estacas, la formación de yemas
adventicias o cuando se busca la propagación de cualquier planta. Entre los
factores más importantes para lograr la respuesta morfogenética deseada se
encuentra la composición del medio de cultivo. En todo intento de propagación
vegetal, ya sea in vitro o in vivo, el carácter del proceso de
diferenciación está regulado por el balance hormonal propio y por el estado
fisiológico del órgano, tejido o célula puesta en cultivo. Sin embargo, ese
balance puede ser modificado por el agregado de compuestos que imiten la acción
de las hormonas vegetales. Esos compuestos, denominados reguladores de crecimiento, son los que se emplean en los medios de cultivo para conseguir la
micropropagación de una planta. (Haberlandt, G. 1902).
5.3
ETAPAS DEL PROCESO
El
cultivo de tejidos vegetales es el proceso que se inicia con un explante y
termina con la obtención de plantas completas, lo que involucra una serie de
etapas, las cuales se enumeran a continuación:
- Elección de la planta y/o tejido donante de explantes. En esta fase se incluyen los tratamientos, preparación y selección de las plantas madre a partir de las cuales se inicia el cultivo, siendo imprescindible comprobar la identidad (especie, variedad o cultivar) y su estado de salubridad (libre de patógenos, deficiencias o estrés).
- Establecimiento: consiste en la desinfección de los explantes (generalmente con hipoclorito de sodio) y su posterior adaptación al medio artificial de modo de inducir callo, brote, raíz o embrión somático, según se desee. Se requiere desinfectar superficialmente el material escogido para evitar que en el medio de cultivo crezcan microorganismos, principalmente bacterias y hongos, que competirán ventajosamente con el explante.
- Multiplicación: consiste en generar una cantidad de masa vegetal suficiente para la regeneración del número de plantas necesarias.
- Enraizamiento: es el proceso de inducción de la formación de raíces con el fin de convertir a los brotes o embriones somáticos en plántulas completas. El enraizamiento puede realizarse tanto en condiciones in vitro como ex vitro. En el primer caso se transfieren los brotes obtenidos en la etapa anterior a un medio libre de reguladores de crecimiento o que sólo contenga auxinas. Esta operación se realiza en condiciones de esterilidad (en cabina de flujo). En el segundo caso los brotes se sumergen en una solución concentrada de auxinas y se transfieren a un sustrato limpio, no necesariamente estéril, que puede ser una mezcla de turba con perlita o vermiculita. Los brotes que se utilicen en el enraizamiento ex vitro deben ser vigorosos y poseer hojas bien desarrolladas, ya que las plantas deben realizar la fotosíntesis para obtener la energía necesaria para desarrollarse y formar las raíces.
- Rusticación: es el paso de aclimatación de las plántulas obtenidas in vitro a las condiciones del ambiente usuales fuera del tubo o frasco, es decir al suelo o algún sustrato inerte.
El
enraizamiento ex vitro permite que la fase de enraizamiento y la fase de
aclimatación se logren simultáneamente y que raramente se forme callo en la
base de los explantes, asegurando así una conexión vascular, continua entre el
vástago y la raíz. (Hicks
G.S. 1980).
5.4 TIPOS DE MORFOGÉNESIS
En condiciones de
cultivo in vitro, las células somáticas pueden regenerar embriones o bien,
brotes, raíces y/o flores. La embriogénesis somática y la organogénesis son dos
procesos morfogénicos muy frecuentes en el cultivo in vitro de especies
vegetales. La embriogénesis somática es el proceso por el cual se obtiene una
estructura similar a un embrión cigótico sin que medie la fertilización de las
gametas, mientras que por organogénesis pueden obtenerse tallos, raíces o
flores. Estos órganos se obtienen a partir de una célula o de un grupo de
células a través de un complejo proceso denominado regeneración. La
regeneración comprende diferentes fases que se suceden de manera similar tanto
para la organogénesis como para la embriogénesis somática. Estas fases se
denominan adquisición de la competencia; fase de inducción y fase de
realización. En la primera fase, las células no responden al estímulo
organogénico pero adquieren esa competencia durante una fase de
desdiferenciación. En la segunda fase o fase de inducción, las células son
receptivas al estímulo morfogénico y hay una relación directa con el tipo,
concentración y combinación de reguladores del crecimiento agregados al medio
de cultivo y el órgano a desarrollar. En la fase de realización, la célula
sufre las sucesivas divisiones para formar el órgano determinado. A partir de
la siembra in vitro de diferentes explantes relativamente grandes y en
condiciones de cultivo adecuadas, puede inducirse la formación de nuevos
órganos de manera directa, sin la formación de callo. Si la formación es de
brotes, raíces o flores se denomina organogénesis directa. Si en cambio se
induce la formación de embriones somáticos, este proceso se denominará
embriogénesis directa. Si por el contrario, a partir de la siembra de un
explante in vitro se observa la proliferación de células en forma desordenada y
sin ninguna función predeterminada, se iniciará la producción de callos o
suspensiones celulares. La diferenciación de órganos a partir de callos, denominada
morfogénesis indirecta, estará condicionada a la previa formación de los
meristemoides. (Banner, J. 1936).
VI.MATERIALES Y
MÉTODOS
La presente práctica tuvo lugar en el Instituto
Tecnológico de Cd. Altamirano, en el laboratorio de Microbiología.
Se inicio con la desinfección de la campana de
flujo laminar con alcohol preparado anteriormente al 70%. Los materiales vegetales y los medios preparados se
introdujeron en la cámara, las manos se desinfestaron con alcohol al 70 %,
después de secarlas completamente, se inició con el trabajo dentro de la
cámara, la superficie de los recipientes con medio de cultivo se limpiaron con
papel higiénico impregnado con alcohol (normalmente no se utiliza algodón,
puesto que se llena de polvo fácilmente).
Figura 1. Desinfección
de la campana Figura 2. Introducción de
materiales de flujo
laminar.
y medios en el área de trabajo.
Previamente se preparó cloralex al 2 % en un
frasco, donde posteriormente se introdujeron los explantes dentro con ayuda de
las pinzas, permanecieron ahí durante 5 minutos, se agitaba periódicamente.
Figura 3. Preparación
de cloralex al 2 %. Figura 4. Desinfestación de explantes.
Figura 5. Explantes
vegetales en cloralex al 2%.
Se colocaron dos frascos con agua y un frasco con alcohol del 96%, los cuales
se utilizaron para el lavado. La pinza que se utilizó anteriormente para poner
los explantes en el frasco del cloralex se mete en el frasco del alcohol al
96%, se flameo para eliminar algún tipo de hongo o bacteria, y se dejó enfriar
en un frasco vacío, esto se llevó a cabo al término de ser utilizado un
material como pinza o bisturí.
Figura 6. Frascos con
agua estéril. Figura
7. Desinfección de material.
Figura 8. Frasco portador de materiales desinfectados.
Ya transcurridos los 5 minutos, en un vaso de
precipitados se vertió el cloro que contenían los explantes y se realizó el
lavado con agua estéril, se mantuvieron ahí durante un minuto, transcurrido ese
tiempo se vertió el agua al vaso de precipitados y se inició con el lavado de 5
minutos, se retiro el agua nuevamente, terminado esto, se retiraron los frascos
que fueron utilizados para mantener limpia el área de trabajo.
Figura 9. Lavado de explantes con agua estéril.
Después se colocó el frasco de alcohol, el mechero
y los frascos con pinzas y bisturí, en
este orden para evitar accidentes a la hora de la esterilización.
Figura 10. Orden
del material para evitar accidentes.
Se utilizó una caja de Petri estéril, se empezó a
trabajar en una tapa de esta, obtuvimos dos explantes con ayuda de las pinzas y
con el bisturí se cortaron los extremos los cuales fueron dañados por el cloro,
posteriormente se diseccionaron los explantes para que cada yema o brote
quedaran separados, una vez que se termino, se esterilizaron las pinzas y se
colocaron en un el frasco vacío, se tomaron otras frías.
Figura 11. Obtención
y disección de explantes vegetales.
Se tomo el frasco del medio de cultivo, se quito el
sello y tapa la cual se puso sobre otra tapa de un frasco para evitar
contaminación, se tomo un explante con las pinzas y se coloco en el medio con
cuidando que este quedara dentro del mismo y la dirección de los ápices hacia arriba de lo contrario se obstruiría su
crecimiento, este procedimiento fue el mismo para el cultivo de explantes en el
medio de 14 frascos.
Figura 12. Siembra
del explante vegetal en el medio de cultivo
Una vez culminada la siembra se sellaron los
frascos y colocaron en el área de crecimiento.
Figura 13. Frasco sellado y listo para instalarse en el área
de crecimiento.
VII. RESULTADOS
Y DISCUSION
Se cultivaron 15 explantes in vitro de Manihot esculenta, de los cuales 5 se
contaminaron por hongos en la superficie inferior del explante, lo cual se
puede atribuir a que el explante se encontraba contaminado por alguna cepa de
hongo o que el cloro ya no era eficiente, pero este factor no perjudico los
brotes foliares en el explante.
Figura14. Explantes sembrados invitro.
Figura 15. Crecimiento
foliar del explante.
Figura 16. Crecimiento de explantes.
En la siguiente figura se puede observar el grado
de colonización por parte del hongo, observándose como las hifas han alcanzado
a distribuirse en toda la superficie del frasco.
Figura 17. Explantes contaminados.
El 33 % de los explantes sembrados in vitro han
sido contaminados por la presencia de un hongo.
Según Bregmann y Moon lograron un mayor número de
brotes en diversas especies de Paulownia al utilizar reguladores de
crecimiento, lograron incrementar el número de brotes cuando los explantes
incluían parte del peciolo.
Por otra parte Kadkade y Seibert encontraron que se
mejoro la eficiencia tanto para el crecimiento en callo como para la
organogénesis al exponer los cultivos a la luz roja durante cinco minutos todos
los días.
VIII.CONCLUSIONES
Y RECOMENDACIONES
Conclusiones:
Debido
a lo realizado ya antes mencionado en la presente practica se concluye que si
la siembra de material in vitro se realiza de forma aséptica: esterilizando el
material a utilizar, desinfectándose las manos con alcohol, los resultados son
favorables, es decir el material cultivado no se infecta de hongos o bacterias;
también se concluye que probablemente la planta que se utilizo (manihot esculenta) estuvo contaminada
debido a que el primer día después de la siembra se presento un micelio
alrededor del explante.
Recomendaciones:
-
La
forma de colocar los frascos en la campana de flujo laminar debe ser frasco con
alcohol- mechero - frascos con pinzas para un mejor manejo de material que se
utilice.
-
Todo
el material a utilizar debe esterilizarse y estar cubierto con papel o aluminio
para evitar que este se contamine.
-
Se
recomienda que solo se encuentren dos personas: uno para que se encargue de
sembrar el material in vitro y el otro para que lo apoye pasándole el material
esto para evitar que se infecten los medios de cultivo.
IX.FUENTES
CONSULTADAS
v Luis Mroginski, Pedro Sansberro y Eduardo
Flaschland. 2010. Establecimiento de cultivos de tejidos vegetales. En: Biotecnología y Mejoramiento Vegetal
II, Argenbio,
INTA. pags.: 70-84.
v Antonio
Ballester, 1999 http://digital.csic.es/bitstream/10261/3975/1/
secivtv.pdf
v Kite, L. (1983), Plant from
Test Tubes: an Introductions to Micropropagation. Timber Press Oregon
U.S.A.
v Davies R.D. et al, (1980). Proceeding
of the Fourth John Innes Symposium the Plant Genoma and Second.
X. ANEXOS
v Se adquirió un anaquel de cinco laminas para
adecuar el área de incubación cerca de la campana de flujo laminar y a un lado
de la ventana para recibir la poca luz sola que entra.
Figura 18. Anaquel.
v Debido a que la luz solar no es la suficiente para
todos los niveles del anaquel se requiere hacer la compra de una lámpara para
que todos los explantes reciban la misma intensidad de luz.
Figura 19. Lámpara
